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免疫调节剂对大鼠巨噬细胞脂质过氧化物和酸性磷酸酶的影响 |
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研究所陈祝安研究员培养提供。取该菌菌丝体干粉，加适量双蒸馏水置沸水浴中回流提取3次，每次20min，合并3次滤液并用双蒸馏水稀释成20%浓度(W/V)的菌丝体水提取物，经蔡氏滤器0.45μm微孔滤膜(无菌)过滤后分装备用。
2.动物分组及处理：采用SD大鼠40只(由本院实验动物室提供)。体重(207.8±19.1) g，随机均分为4组，每组雌雄各半，分笼饲养。NS组(normal saline)为正常对照组，每只每天用1mL生理盐水灌胃：PT组，每只每天用1mL 20% PT菌丝体水提取物灌胃；CP组(cyclophosphamide，环磷酰胺)，每只每天用1mL NS 灌胃，d 15起给环磷酰胺(ip)，剂量为20mg/kg体重，每天1次，连续7d；PTCP组(paecilomyces tenuipes+cyclophosphamide)为细脚拟青霉加环磷酰胺组，每只每天用1mL 20%PT菌丝体水提取物灌胃，d 15起同CP组给环磷酰胺(ip)。各组大鼠在同等条件下用复合饲料饲养21d。
3.PMΦ与AMΦ的灌洗与培养：股动脉放血处死大鼠，无菌室内常规消毒后，每只大鼠腹腔注射灭菌的NS 20mL，轻轻按揉腹部3 min后，抽回腹腔液15mL，2000r/min离心15min，收集沉淀的PMΦ；然后，每只大鼠经气管内注入灭菌的NS 5mL，抽回约4mL，重复5次，合并后于2000 r/min离心15min，收集沉淀的AMΦ；PMΦ和AMΦ均用Hanks液洗涤1次，再用含10%小牛血清的RPMI 1640细胞培养液调节MΦ浓度至2×106/mL，并以每瓶2mL分装后置37℃培养箱培养2h，弃上清及非贴壁的细胞，贴壁的即为MΦ。
4.LPO含量测定：取上述贴壁的PMΦ与AMΦ，用Hanks液轻轻洗涤1次后，每瓶加双蒸馏水2 mL，经-30℃、+30℃反复冻融5次，每次30min，制成破碎的MΦ悬液，取破碎的MΦ悬液0.3 mL加入0.67%硫代巴比妥酸醋酸溶液2.5mL，充分摇匀后置沸水浴30min，流水冷却后加正丁醇2.5 mL，充分摇匀后置722分光光度计于532nm波长下比色测定［3］。
5.ACP活力测定：取上述破碎的MΦ悬液0.5mL，以磷酸苯二钠为底物，4-氨基安替比林及铁氰化钾为显色剂测定［4］。ACP活力单位定义为：每升破碎的MΦ悬液(2×109个MΦ)在37℃、pH 4.9的条件下与磷酸苯二钠作用60min产生1mg酚为1个活力单位(U)。
6.主要试剂：TEP(1，1，3，3-tetraethoxypropane)、RPMI 1640细胞培养液均购自Sigma公司，硫代巴比妥酸(CP)由上海第二化工厂生产，正丁醇(AR.)由杭州双林化工试剂厂生产，环磷酰胺由上海第十二制药厂生产(批号为940508)，其余均为国产分析纯试剂。
7.数据统计：数据用±s表示，用t检验分析各组间差异的显著性，并作LPO与ACP间的相关性分析。
结 果
一、PMΦ内LPO与ACP的相关性及调节：
表1所示的是各组大鼠PMΦ内LPO水平与ACP活力单位，经相关性分析表明各组大鼠PMΦ内LPO水平与ACP活力之间均呈显著的负相关，相关系数分别为rNS=-0.939(P＜0.01)、rPT=-0.942(P＜0.01)、rCP=-0.977(P＜0.01)、rPTCP=-0.785(P＜0.05)。表1的数据还显示：环磷酰胺可导致PMΦ内LPO水平显著升高，ACP活力单位显著地下降；细脚拟青霉不仅对环磷酰胺所致的PMΦ内LPO水平升高和ACP活力下降具有抑制作用，而且对正常大鼠PMΦ内LPO水平与ACP活力也具有调节作用，表现为使LPO水平下降和使ACP活力显著地升高。
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